Actividad in vitro de extractos de hojas de Moringa oleifera Lam. sobre tres etapas del ciclo de vida de Haemonchus contortus
DOI:
https://doi.org/10.22319/rmcp.v17i2.6852Palabras clave:
Antihelmínticos, Eclosión de huevos, Larvas, Nematodos gastrointestinalesResumen
Las ovejas alimentadas en pasturas naturales son más susceptibles a los nematodos gastrointestinales lo que provoca pérdidas económicas. Además, un problema que se ha presentado es el desarrollo de resistencia de los nematodos a los antihelmínticos sintéticos (AHs) utilizados comúnmente como tratamiento antiparasitario, debido sobre todo a su uso excesivo y sin control. Los extractos vegetales contienen metabolitos secundarios con propiedades antihelmínticas que podrían mitigar los efectos negativos de resistencia a los AHs. Este estudio evaluó la composición química y la actividad ovicida y larvicida in vitro de un extracto etanólico obtenido de hojas de Moringa oleifera contra Haemonchus contortus en ovejas. El extracto etanólico mostró la posible presencia de glucosinolatos, flavanonas y flavonoides reportados con propiedades nematicidas. El extracto se aplicó a diferentes dosis de 0.15, 0.30, 0.6 y 1.2 mg/ml utilizando 12 % levamisol comercial como control positivo y PBS salina tamponada con fosfato como control negativo en las pruebas de inhibición de eclosión de huevecillos (EHT), migración de larvas (LMIT) y movilidad del gusano adulto (AMT). Los resultados mostraron inhibición de la eclosión de huevos de 93.90 % a 0.6 mg/ml y 97.50 % a 1.2 mg/ml con CL50 de 0.4011 mg/ml pero un efecto pobre e irregular sobre larvas y parásitos adultos, siendo los mayores efectos 83.30 % LMIT con 0.3 mg/ml y 6 h y de 82.07 % AMT a 0.15 mg/ml con 4 h. Estos resultados indican que las dosis bajas tienen propiedad ovicida, y que se requieren dosis altas para actividad larvicida y vermicida. El extracto obtenido de la planta de moringa podría ser una alternativa para la prevención y control de Hemoconsis.
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Herrera MFA, Ojeda RNF, Gonzalez GR, et al. Gastrointestinal nematode populations with multiple anthelmintic resistance in sheep farms from the hot humid tropics of Mexico. Vet Parasitol: Regional Studies and Reports 2017;9:29-33. https://doi.org/10.1016/j.vprsr.2017.04.007. DOI: https://doi.org/10.1016/j.vprsr.2017.04.007
Zajíčková M, Thuy LN, Skálová L, et al. Anthelmintic in the future: Current trends in the discovery and development of new drugs against gastrointestinal nematodes. Drug Discovery Today 2020;25:430-437. https://doi.org/10.1016/j.drudis.2019.12.007. DOI: https://doi.org/10.1016/j.drudis.2019.12.007
Zárate D, Rojas J, Segura A. Validación del Método FAMACHA© para dosificación antihelmíntica selectiva en rebaños caprinos lecheros. Rev Inv Vet Perú 2017;28(1):150-159. http://dx.doi.org/10.15381/rivep.v28i1.12934. DOI: https://doi.org/10.15381/rivep.v28i1.12934
Durmic Z, Blache D. Bioactive plants and plant products: Effects on animal function, health and welfare. Anim Feed Sci Technol 2012;176:150-162. https://doi.org/10.1016/j.anifeedsci.2012.07.018. DOI: https://doi.org/10.1016/j.anifeedsci.2012.07.018
Ali R, Rooman M, Mussarat S, et al. Systematic review on comparative analysis, toxicology, and pharmacology of medicinal plants against Haemonchus contortus. Front Pharmacol 2021;12:644027. doi: 10.3389/fphar.2021.644027. DOI: https://doi.org/10.3389/fphar.2021.644027
Chan-Pérez JI, Torres-Acosta JF, Sandoval-Castro CA, et al. In vitro susceptibility of ten Haemonchus contortus isolates from diferent geographical origins towards acetone: Water extracts of two tannin rich plants. Vet Parasitol 2016;217:53–60. DOI: 10.1016/j.vetpar.2015.11.001. DOI: https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2015.11.001
Kumarasingha R, Preston S, Yeo Tiong-Chia, et al. Anthelmintic activity of selected ethno-medicinal plant extracts on parasitic stages of Haemonchus contortus. Parasites Vectors 2016;9(187):1-7. DOI 10.1186/s13071-016-1458-9.
Naumann HD, Armstrong SA, Lambert BD, et al. Effect of molecular weight and concentration of legume condensed tannins on in vitro larval migration inhibition of Haemonchus contortus. Vet Parasitol 2014;199:93–98. DOI: 10.1016/j.vetpar.2013.09.025. DOI: https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2013.09.025
Barrau E, Fabre N, Fouraste I, et al. Effect of bioactive compounds from sainfoin (Onobrychis viciifolia Scop.) on the in vitro larval migration of Haemonchus contortus: Role of tannins and flavonol glycosides. Parasitology 2005;131:531–538. DOI: 10.1017/S0031182005008024. DOI: https://doi.org/10.1017/S0031182005008024
Ferreira LE, Benincasa BI, Fachin AL, et al. Thymus vulgaris L. essential oil and its main component thymol: anthelmintic effects against Haemonchus contortus from sheep. Vet Parasitol 2016;228:70–76. DOI: 10.1016/j.vetpar.2016.08.011. DOI: https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2016.08.011
Perrett S, Whitfield PJ. Anthelmintic and pesticidal activity of Acorus gramineus (Araceae) is associated with phenylpropanoid asarones. Phytother Res 1995;9:405–409. https://doi.org/10.1002/ptr.2650090604. DOI: https://doi.org/10.1002/ptr.2650090604
Wang GX, Zhou Z, Jiang DX, et al. In vivo anthelmintic activity of five alkaloids from Macleaya microcarpa (Maxim) Fedde against Dactylogyrus intermedius in Carassius auratus. Vet Parasitol 2010;171:305–313. DOI:10.1016/j.vetpar.2010.03.032. DOI: https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2010.03.032
Barrientos Ramírez Lucía, et al. Nutritional characterization of moringa (Moringa oleifera Lam.) leaves for forage use. Acta Scient Vet Sci 2021;3(12):93-100. DOI: https://doi.org/10.31080/ASVS.2021.03.0261
Ramos-Trejo O, Castillo-Huchín J, Sandoval-Gío JJ. Effect of cutting intervals and heights in forage productivity of Moringa oleifera. Rev Bio Cienc 2015;3(3):187-194. http://dx.doi.org/10.15741/revbio.03.03.05. DOI: https://doi.org/10.15741/revbio.03.03.05
Sánchez-Peña Y, Martínez-Ávila G, Sinagawa-García S, et al. Moringa oleifera; Importancia, funcionalidad y estudios involucrados. Rev Científ Universidad Autónoma de Coahuila 2013;5(9):25-30.
Kasolo JN, Bimenya GS, Ojok L, et al. Phytochemicals and uses of Moringa oleifera leaves in Ugandan rural communities. J Med Plant Res 2010;4:753–757. https://doi.org/10.5897/JMPR10.492. DOI: https://doi.org/10.5897/JMPR10.492
Martinez PAC, González JAL, Corredor DWS. Evaluación in vitro de la actividad antihelmíntica de extractos metanólicos de Guazuma ulmifolia frente a nematodos Cyathostominae. Investig Vet Perú 2023;34:e22852. http://dx.doi.org/10.15381/rivep.v34i1.22852. DOI: https://doi.org/10.15381/rivep.v34i1.22852
von Son-de Fernex E, Alonso-Díaz MÁ, Mendoza-de Gives P, Valles-de la Mora B, González-Cortazar M, Zamilpa A, Gallegos EC. Elucidation of Leucaena leucocephala anthelmintic-like phytochemicals and the ultrastructural damage generated to eggs of Cooperia spp. Vet Parasitol 2015;214:89–95. https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2015.10.005. DOI: https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2015.10.005
Tayo GM, Poné JW, Komtangi MC, et al. Anthelminthic activity of Moringa oleifera leaf extracts evaluated in vitro on four developmental stages of Haemonchus contortus from goats. Am J Plant Sci 2014;5:1702-1710. http://dx.doi.org/10.4236/ajps.2014.511185. DOI: https://doi.org/10.4236/ajps.2014.511185
Cabrera-Carrión JL, Jaramillo-Jaramillo C, Dután-Torres F, et al. Variación del contenido de alcaloides, fenoles, flavonoides y taninos en Moringa oleifera Lam. en función de su edad y altura. Bioagro 2017;29(1):53-60.
Jalisco. Gobierno del Estado de Jalisco. Municipios de Jalisco. Cuquio. https://www.jalisco.gob.mx/es/jalisco/municipios/cuqu%C3%ADo, Access: Oct 15,2021.
Domínguez XA. Métodos de investigación fitoquímica. 4th ed . Mexico: Editorial Limusa SA.; 1983.
Cabardo Jr ED, Portugaliza HP. Anthelmintic activity of Moringa oleifera seed aqueous and ethanolic extracts against Haemonchus contortus egg and third stage larvae. Int J Vet Sci Med 2017;5:30-34. DOI:10.1016/j.ijvsm.2017.02.001. DOI: https://doi.org/10.1016/j.ijvsm.2017.02.001
Price ML, Butler LG, Featherston WR, et al. Detoxification of high tannin sorghum grain. Nutr Rep Int 1978;17:229-236. https://doi.org/10.1021/jf60222a052. DOI: https://doi.org/10.1021/jf60222a052
Singleton VL, Rossi JA Jr. Colorimetry of total phenolics with phosphomolybdic- phosphotungtic acid reagent. Am J Enol Viticult 1965;16:144-158. DOI: 10.5344/ajev.1965.16.3.144. DOI: https://doi.org/10.5344/ajev.1965.16.3.144
Zhishen J, Mengcheng T, Jianming W. The determination of flavonoid contents in mulberry and their scavenging effects on superoxide radicals. Food Chemistry 1999;64:555-559. https://doi.org/10.1016/S0308-8146(98)00102-2. DOI: https://doi.org/10.1016/S0308-8146(98)00102-2
Sierra-Diaz E, Celis-de la Rosa ADJ, Lozano-Kasten F, Trasande L, Peregrina-Lucano AA, Sandoval-Pinto E, Gonzalez-Chavez H. Urinary pesticide levels in children and adolescents residing in two agricultural communities in Mexico. Int J Environ Res Public Health 2019;16:562. https://doi.org/10.3390/ijerph16040562. DOI: https://doi.org/10.3390/ijerph16040562
Irum S, Ahmed H, Mirza B, et al. In vitro and in vivo anthelmintic activity of extracts from Artemisia parviflora and A. Sieversiana. Helminthologia 2017;54:218-224. https://doi.org/10.1515/helm-2017-0028. DOI: https://doi.org/10.1515/helm-2017-0028
Michael B, Meinke PT, Shoop W. Comparison of ivermectin, doramectin, selamectin, and eleven intermediates in a nematode larval development assay. J Parasitol 2001;87(3):692–696. https://doi.org/10.2307/3285114. DOI: https://doi.org/10.1645/0022-3395(2001)087[0692:COIDSA]2.0.CO;2
Hendrix CM, Robinson E. Diagnostic parasitology for veterinary technicians. 5th ed, St. Louis Missouri, USA: Elsevier Inc.; 2017.
Tagesu A. Veterinary clinical practice and diagnosis. Int J Vet Sci Res 2018;s1:001-006. DOI: http://dx.doi.org/10.17352/ijvsr.s1.101. DOI: https://doi.org/10.17352/ijvsr.s1.101
Lichtenfels J, Pilitt PA, Hoberg E. New morphological characters for identifying individual specimens of Haemonchus spp. (Nematoda: Trichostrongyloidea) and a Key to species in ruminants of North America. J Parasitol 1994;80:107–19. doi: 10.2307/3283353. DOI: https://doi.org/10.2307/3283353
Coles GC, Bauer C, Borgsteede FH, et al. World Association for the Advancement of Veterinary Parasitology (W.A.A.V.P.) methods for the detection of anthelmintic resistance in nematodes of veterinary importance. Vet Parasitol 1992;44:35–44. DOI: 10.1016/0304-4017(92)90141-u. DOI: https://doi.org/10.1016/0304-4017(92)90141-U
Vargas-Magaña JJ, Torres-Acosta JFJ, Aguilar-Caballero AJ, Sandoval-Castro CA, Hoste H, Chan-Pérez JI. Anthelmintic activity of acetone-water extract against Haemonchus contortus eggs: Interactions between tannins and other plant secondary compounds. Vet Parasitol 2014;206:322-327. https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2014.10.008. DOI: https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2014.10.008
Corticelli B, Lai M. Studies on the technique of culture of infective larvae of gastrointestinal strongyles of cattle. Acta Med Vet Napoli 1963;9:347-357.
Adama K, Gaston BAM, Hamidou HT, et al. In vitro anthelmintic effect of two medicinal plants (Anogeissus leiocarpus and Daniellia oliveri) on Haemonchus contortus, an abomasa nematode of sheep in Burkina Fas. African J Biotech 2009;8(18):4690-4695. DOI: 10.5897/AJB09.391.
Valdez-Solana MA, Mejía-García VY, Téllez-Valencia A, et al. Nutritional content and elemental and phytochemical analyses of Moringa oleifera grown in Mexico. J Chemistry 2015:1-9. https://doi.org/10.1155/2015/860381.
Fahey JW. Moringa oleifera: a review of the medical evidence for its nutritional, therapeutic, and prophylactic properties. Part 1. Trees for Life J. 2005;1(5). DOI: 10.1201/9781420039078.ch12. DOI: https://doi.org/10.1201/9781420039078.ch12
Kasolo JN, Bimenya GS, Ojok L, et al. Phytochemicals and uses of Moringa oleifera
leaves in Ugandan rural communities. J Med Plants Res 2010;4:753–757.
Valdez-Solana MA, Mejía-García VY, Téllez-Valencia A, García-Arenas G, Salas- Pacheco J, Alba-Romero JJ, Sierra-Campos E. Nutritional content and elemental and phytochemical analyses of Moringa oleifera grown in Mexico. J Chemistry 2015; Article ID 860381:1-9. http://dx.doi.org/10.1155/2015/860381. DOI: https://doi.org/10.1155/2015/860381
Athanasiadou S, Githiori J, Kyriazakis I. Medicinal plants for helminth parasite control: facts and fiction. Animal 2007;1(9):1392–1400. doi:10.1017/S1751731107000730. DOI: https://doi.org/10.1017/S1751731107000730
Yoshihara E, Minho AP, Tabacow VBD, et al. Ultrastructural changes in the Haemonchus contortus cuticle exposed to Acacia mearnsii extract. Ciências Agrárias Londrina 2015;36(6):3763-3768. DOI:10.5433/1679-0359.2015v36n6p3763. DOI: https://doi.org/10.5433/1679-0359.2015v36n6p3763
Tresia GE, Evvyernie D, Tiuria R. Phytochemical screening and in vitro ovicidal, larvacidal, and nematicidal effects of Murraya paniculata (L.) jack extract on gastrointestinal parasites of goats. Med. Peternakan 2016;39(3):173-179. https://doi.org/10.5398/medpet.2016.39.3.173. DOI: https://doi.org/10.5398/medpet.2016.39.3.173
Hoste H, Jackson F, Athanasiadou S, et al. The effects of tannin-rich plants on parasitic nematodes in ruminants. Trends Parasitol 2006;22(6);253-261. DOI: 10.1016/j.pt.2006.04.004. DOI: https://doi.org/10.1016/j.pt.2006.04.004
Medeiros LSM, Alves RVR, Oliveira FB, et al. In vitro effects of Moringa oleifera seed lectins on Haemonchus contortus in larval and adult stage. Exp Parasitol 2020; 218:108004. DOI: 10.1016/j.exppara.2020.108004. DOI: https://doi.org/10.1016/j.exppara.2020.108004
Page PA, Stepek G, Winter AD, Pertab D. Enzymology of the nematode cuticle: A potential drug target? Int J Parasitol 2014; 4: 133-141. https://doi.org/10.1016/j.ijpddr.2014.05.003. DOI: https://doi.org/10.1016/j.ijpddr.2014.05.003
Costa-Junior ML, Silva RC, Soares MSA, et al. Assessment of biophysical properties of Haemonchus contortus from different life cycle stages with atomic force microscopy. Ultramicroscopy 2019;209(5). doi: https://doi.org/10.1016/j.ultramic.2019.112862. DOI: https://doi.org/10.1016/j.ultramic.2019.112862
Kumarasingha R, Preston S, Yeo TC, et al. Anthelmintic activity of selected ethno- medicinal plant extracts on parasitic stages of Haemonchus contortus. Parasites Vectors 2016;9(187). https://doi.org/10.1186/s13071-016-1458-9. DOI: https://doi.org/10.1186/s13071-016-1458-9
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