Efecto de los extractos no-acuosos de Artemisia ludoviciana mexicana y Chenopodium vulvaria durante la infección experimental murina con Hymenolepis diminuta
DOI:
https://doi.org/10.22319/rmcp.v16i2.6760Palabras clave:
Cestodo, Antihelmíntico, Herbolaria, Extracto no-acuosoResumen
El estudio evaluó el efecto de extractos no acuosos de Artemisia ludoviciana mexicana y Chenopodium vulvaria en una infección experimental con Hymenolepis diminuta en ratones. Se infectaron 20 ratones con 10 cisticercoides cada uno, obtenidos de Tenebrio molitor alimentados con heces de ratas infectadas. Durante 30 días, se monitoreó la excreción de huevos. Posteriormente, los ratones se dividieron en cuatro grupos (n= 5): control con DMSO, nitazoxanida (50 mg/kg), Artemisia (375 mg/kg) y Chenopodium (375 mg/kg). La eliminación de huevos comenzó al día 12 post-infección, con un pico entre los días 19-21. Tras 24 h de tratamiento (día 30), la excreción disminuyó 50 %, y a las 72 h, 70 % en los grupos de nitazoxanida y Chenopodium. A los 33 días, la recuperación de gusanos adultos fue 50 % en los grupos de extractos y 25 % en el de nitazoxanida, observándose daño en el tegumento y ramas uterinas. Los extractos aumentaron la rugosidad del tegumento sin afectar el escólex. Los extractos redujeron la carga parasitaria, pero se requieren más estudios para determinar su efecto cestocida o si solo favorecen la expulsión del parásito. Además, es necesario evaluar su impacto en nematodos gastroentéricos. La ausencia de reacciones adversas sugiere su potencial uso en el control de cestodos.
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Panti-May JA, Servían A, Ferrari W, Zonta ML, Hernández-Mena DI, Hernández-Betancourt SF, et al. Morphological and molecular identification of hymenolepidid cestodes in children and synanthropic rodents from rural Mexico. Parasitol Int 2020; 75:102042-102048. DOI: 10.1016/j.parint.2019.102042. DOI: https://doi.org/10.1016/j.parint.2019.102042
Barriga OO. CIE-10 B71.0 Himenolepiasis. En: Organización Panamericana de la Salud editor. Zoonosis y enfermedades transmisibles comunes al hombre y a los animales, Volumen III Parasitosis. 3a ed. Washington, DC, USA: Organización Mundial de la Salud; 2003:211-216.
Rajeev S, ShuHua L, Derek MM. Hymenolepis diminuta. Trends Parasitol 2022;38(11):991-992. doi:10.1016/j.pt.2022.07.002. DOI: https://doi.org/10.1016/j.pt.2022.07.002
Mpofu TJ, Nephawe KA, Mtileni B. Prevalence and resistance to gastrointestinal parasites in goats: A review. Vet World 2022;15(10):2442-2452. doi: 10.14202/vetworld.2022.2442-2452. DOI: https://doi.org/10.14202/vetworld.2022.2442-2452
Assadpour E, Can KA, Fasamanesh M, Mahdavi SA, Shariat-Alavi M, Feng J. Jafari SM. et al. Application of essential oils as natural biopesticides; recent advances. Crit Rev Food Sci Nutr 2023;64(19):6477-6497. doi:10.1080/10408398.2023.2170317. DOI: https://doi.org/10.1080/10408398.2023.2170317
Kasali FM, Tusiimire J, Kadima JN, Agaba AG. Ethnomedical uses, chemical constituents, and evidence-based pharmacological properties of Chenopodium ambrosioides L.: extensive overview. Futur J Pharm Sci 2021;7(153):1-3. doi:10.1186/s43094-021-00306-3. DOI: https://doi.org/10.1186/s43094-021-00306-3
Khalifa MM, Mahrous LN, El-Gayed SH. Chenopodium ambrosioides oil extract as broad spectrum Parasiticides. Egyp Vet Med Soc Parasitol J 2017;13(1):25-37. doi: 10.21608/evmspj.2017.37458. DOI: https://doi.org/10.21608/evmspj.2017.37458
Abidi A, Sebai E, Dhibi M, Alimi D, Rekik M, B’chir F, et al. Chemical analyses and anthelmintic effects of Artemisia campestris essential oil. Vet Parasitol 2018;263:59-65. doi: 10.1016/j.vetpar.2018.10.003. DOI: https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2018.10.003
Amirmohammadi M, Khajoenia S, Bahmani M, Rafieian-Kopaei M, Eftekhari Z, Qorbani M. In vivo evaluation of antiparasitic effects of Artemisia abrotanum and Salvia officinalis extracts on Syphacia obvelata, Aspiculoris tetrapetra and Hymenolepis nana parasites. Asian Pac J Trop Dis 2014;4(1):S250-S254. doi: 10.1016/S2222-1808(14)60449-7. DOI: https://doi.org/10.1016/S2222-1808(14)60449-7
Plazola-Jacinto C, Pérez-Pérez V, Pereyra-Castro S, Alamilla-Beltrán L, Ortiz-Moreno A. Microencapsulation of biocompounds from avocado leaves oily extracts. Rev Mex Ing Quím 2019;18(3);1261-1276. doi: 10.24275/uam/izt/dcbi/revmexingquim/2019v18n3/Plazola. DOI: https://doi.org/10.24275/uam/izt/dcbi/revmexingquim/2019v18n3/Plazola
Yezerski A, Luyten Y, Dubiel T. Comparison of the effects of multiple variables on the levels of infection of the rat tapeworm, Hymenolepis diminuta, in its intermediate host, the confused flour beetle Tribolium confusum. J Helminthol 2020;94(e116):1-9. doi: 10.1017/S0022149X19001123. DOI: https://doi.org/10.1017/S0022149X19001123
de-la-Rosa-Arana JL, Tapia-Romero R. Frequency of helminth eggs in faeces of puppies living in urban or rural environments of Mexico City. Iran J Parasitol 2018;13(4):632-636.
Alvarez-Mercado JM, Ibarra-Velarde F, Alonso-Díaz MÁ, Vera-Montenegro Y, Avila-Acevedo JG, García-Bores AM. In vitro antihelmintic effect of fifteen tropical plant extracts on excysted flukes of Fasciola hepatica. BMC Vet Res 2015;11(1):45-51. doi: 10.1186/s12917-015-0362-4. DOI: https://doi.org/10.1186/s12917-015-0362-4
NOM-062-ZOO-1999. Norma Oficial Mexicana. Secretaría de Agricultura, Ganadería, Desarrollo Rural, Pesca y Alimentación: Especificaciones técnicas para la producción, cuidado y uso de los animales de laboratorio. México DF. 1999.
Beltrán-Fabián-de-Estrada M, Tello-Casanova R, Náquira-Velarde C. Métodos de coloración para helmintos, coloración carmín clorhídrico. En: Instituto Nacional de Salud (Lima) editor. Manual de procedimientos de laboratorio para el diagnóstico de los parásitos intestinales del hombre. 1a ed. Lima. Perú: Ministerio de Salud de Perú; 2003: 34-36.
Kundu S, Roy S, Nandi S, Ukil B, Lyndem LM. Senna alexandrina Mill. induced ultrastructural changes on Hymenolepis diminuta. J Parasit Dis 2017; 41(1):47-154. doi: 10.1007/s12639-016-0768-3. DOI: https://doi.org/10.1007/s12639-016-0768-3
Hopkins CA, Subramanian G, Stallard H. The development of Hymenolepis diminuta in primary and secondary infections in mice. Parasitology 1972;64(3):401-412. doi: 10.1017/S0031182000045479. DOI: https://doi.org/10.1017/S0031182000045479
Sapaat A, Satrija F, Mahsol HH, Ahmad AH. Anthelmintic activity of papaya seeds on Hymenolepis diminuta infections in rats. Trop Biomed 2012;29(4):508-512.
Beshay EVN. Therapeutic efficacy of Artemisia absinthium against Hymenolepis nana: in vitro and in vivo studies in comparison with the anthelmintic praziquantel. J Helminthol 2018;92(3):298-308. doi: 10.1017/S0022149X17000529. DOI: https://doi.org/10.1017/S0022149X17000529
Castagna F, Piras C, Palma E, Musolino V, Lupia C, Bosco A, Rinaldi L, et al. Green veterinary pharmacology applied to parasite control: Evaluation of Punica granatum, Artemisia campestris, Salix caprea aqueous macerates against gastrointestinal nematodes of sheep. Vet Sci 2021;8(10):237-251. doi: 10.3390/vetsci8100237. DOI: https://doi.org/10.3390/vetsci8100237
Lone BA, Chishti MZ, Bhat FA, Tak H, Bandh SA, Khan A. Evaluation of anthelmintic antimicrobial and antioxidant activity of Chenopodium album. Trop Anim Health Prod 2017;49:1597-1605. doi:10.1007/s11250-017-1364-y. DOI: https://doi.org/10.1007/s11250-017-1364-y
Norouzi R, Abedi-Maleki R, Siyadatpanah A, Fiad A, El-Zowalaty ME. In vitro scolicidal effect of Calendula officinalis, Artemisia dracunculus, Artemisia absinthium, and Ferula assafoetida extracts against hydatid cyst protoscolices. Ann Parasitol 2022;68(3):543-55. doi: 10.17420/ap6803.461.
Saad KA, Alsanousi SA, Alkailani HA. Evaluation of the effects of Artemisia herba-alba on intestinal parasite infections in domestic pigeons (Columba livia) in Albeida City, Libya. SOJUOB 2021;34(2)188-192. doi:10.37376/sjuob.v34i2.3229. DOI: https://doi.org/10.37376/sjuob.v34i2.3229
de Lima, NF, de Andrade P G, Valencia DGR, Villegas EOL, Mellado MDRE, Ambrosio JR, Vinaud MC. Alterations in Taenia crassiceps cysticerci cytoskeleton induced by nitazoxanide and flubendazole. Acta Trop 2021;221:106027-106037. doi: 10.1016/j.actatropica.2021.106027. DOI: https://doi.org/10.1016/j.actatropica.2021.106027
Dağ, ŞRO, Erez MS, Kozan E, Özkan AMG, Çankaya İİT. In vitro anthelmintic activity of five different Artemisia L species growing in Türkiye. Pakistan Vet J 2023;43(4):1-7. doi:10.29261/pakvetj/2023.087. DOI: https://doi.org/10.29261/pakvetj/2023.087
Chakraborty M, Pradhan R. Phytochemical analysis and potential anthelmintic activity of Chenopodium ambrosioides leaf extract. Int J Pharm Sci 2023;1(11):1-36. doi: 10.5281/zenodo.10203953.
Choudhary N, Khatik GL, Choudhary S, Singh G, Suttee A. In vitro anthelmintic activity of Chenopodium album and in-silico prediction of mechanistic role on Eisenia foetida. Heliyon 2021;7(1):1-8. doi:10.1016/j.heliyon.2021.e05917. DOI: https://doi.org/10.1016/j.heliyon.2021.e05917
Sampaio GA, Zago LV, de Lima NF, Picanço G de A, Lino JR de S, Vinaud MC. Histopathologic evaluation of experimental murine neurocysticercosis after treatment with albendazole/nitazoxanide combination. Parasitology 2020;147(7):822-827. doi: 10.1017/s0031182020000505. DOI: https://doi.org/10.1017/S0031182020000505
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