Antecedentes y perspectivas de algunas enfermedades prioritarias que afectan a la ganadería bovina en México
DOI:
https://doi.org/10.22319/rmcp.v12s3.5848Palabras clave:
Enfermedades, Vacunas, Prevención, ControlResumen
La revisión se enfocó en presentar de manera concisa las aportaciones que investigadores del INIFAP, han desarrollado directamente o en colaboración con investigadores de otras instituciones sobre diferentes aspectos de las enfermedades que afectan a la ganadería bovina en México. Se describen investigaciones sobre enfermedades virales como la rabia y la diarrea viral bovina; bacterianas como la anaplasmosis, brucelosis, tuberculosis, paratuberculosis, leptospirosis y enfermedad respiratoria bovina; de las enfermedades parasitarias se incluye a la infestación por garrapatas y a la babesiosis. Se identifican posibles líneas de investigación que pueden coadyuvar a mitigar el impacto de las enfermedades en la producción. Se señalan aportes sobre el desarrollo o adaptación de técnicas diagnósticas de tipo serológico y molecular y se considera el diagnóstico de resistencia a los ixodicidas. Además, se indican parámetros epidemiológicos de las enfermedades y se refieren los biológicos generados que comprenden vacuna contra rabia, anaplasmosis y babesiosis; bacterina contra leptospirosis y una bacterina-toxoide contra neumonías. Asimismo, se comentan las evaluaciones del uso de BCG contra tuberculosis y una vacuna de nueva generación contra la brucelosis. En la revisión se concluye que la investigación del INIFAP en salud animal debe forzosamente tener como perspectiva las ciencias ómicas. Solo así se complementará el entendimiento de los mecanismos de las enfermedades, el desarrollo de nuevas técnicas diagnósticas y el diseño de vacunas efectivas y seguras. De modo que el gran reto será el involucramiento del área de salud animal al concepto de "Una Salud".
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Citas
INEGI. Instituto Nacional de Estadística, Geografía e Informática. Encuesta Nacional Agropecuaria. 2019.
OIE. World Organisation for Animal Health. The economics of animal health: direct and indirect costs of animal disease outbreaks. Paris, France. 2016.
FAO. Food and Agriculture Organization. Animal production and health. Economical analysis of animal diseases. 2016.
Loza RE, Nadin DSA, Morales SE. Molecular and biological properties of rabies viruses circulating in Mexican skunks: focus on P protein. Rev Mex Cienc Pecu 2012;3(2):155-170.
SENASICA. Servicio Nacional de Sanidad, Inocuidad y Calidad Agroalimentaria. Indicadores de la Campaña Nacional para la prevención y control de la rabia en bovinos y especies ganaderas. 2020.
Loza RE, Rojas AE, Banda RVM, Nadin DS, Cortez GB. Detection of multiple strains of rabies virus RNA using primers designed to target Mexican vampire bat variants. Epidemiol Infect 2005;133(5):927-934.
Rojas AE, Loza RE, Banda RVM, Hernández BE. Use of reverse transcription-polymerase chain reaction to determine the stability of rabies virus genome in brains kept at room temperature. J Vet Diagn Invest 2006;18(1):98-101.
Loza RE, Aguilar SA, Bahloul Ch, Pastoret PP, Tordo N. Discrimination between epidemiological cycles of rabies in Mexico. Archives of Med Res 1999;30(2):144-149.
De Mattos CC, de Mattos CA, Loza RE, Aguilar SA, Orciari LA, Smith JS. Molecular characterization of rabies virus isolates from Mexico: Implications for transmission dynamics and human risk. Am J Trop Med Hyg 1999;(61):587-597.
Loza RE, De Mattos CC, Aguilar S, De Mattos CA. Aislamiento y caracterización molecular de un virus rábico obtenido de un murciélago no hematófago en la Ciudad de México. Vet Méx 2000;31(2):147-152.
Nadin DSA, Loza RE. The molecular epidemiology of rabies associated with chiropteran hosts in Mexico. Virus Res 2006;117(2):215-226.
Loza RE, Rojas AE, Lopez J, Olivera FMT, Gomez LM, Tapia PG. Induction of protective immune response to rabies virus in sheep after oral immunization with transgenic maize. Vaccine 2012;3 (37):5551-5556.
Weimersheimer RJE, Loza RE. Desarrollo de un nuevo método para inactivación mediante radiación gamma, para la vacuna antirrábica V-319 Acatlán. Av Cienc Vet 1991;6(1):70.
Weimersheimer RJE, Loza RE. Estabilidad de la vacuna antirrábica V-319 Acatlán inactivada con radiación gamma (Cobalto-60). Téc Pecu Méx 1994;32(1):43-46.
Weimersheimer RJE, Loza RE. Caducidad de una vacuna antirrábica inactivada con radiación gamma (Cobalto-60a). Téc Pecu Méx 1996;34(3):172-174.
Weimersheimer RJE, Loza RE. Alternativa para inactivar vacunas antirrábicas, usando radiación gamma (Co-60). Vet Méx 1999;30(4):313-316.
Perrin P, Jacob Y, Aguilar SA, Loza RE, Jallet C, Desmézières E, et al. Immunization with DNA vaccine induces protection against rabies virus. Vaccine 2000;18(5-6):479-486.
Perea AI, Loza RE, Rojas AE, Olivera FT, De la Vara GL, Gómez LM. Expression of rabies virus nucleoprotein in plants at high-levels and evaluation of immune response in mice. Plant Cell Rep 2008;27(4):677-685.
Rojas AE, Loza RE, Olivera FMT, Gomez LMA. Expression of rabies virus G protein in carrots (Daucus carota). Transgenic Res 2009;18(6):911-919.
Escalera ZM, Zepeda MML, Loza RE, Rojas AE, Méndez OML, Arias CF, et al. The evolution of bat nucleic acid sensing Toll-like receptors. Mol Ecol 2015;24(23):5899-909.
Zepeda MML, Xiong Z, Escalera ZM, Runge AK, Thézé J, Streicker D, et al. Hologenomic adaptations underlying the evolution of sanguivory in the common vampire bat. Nat Ecol Evol 2018;2(4):659-668.
Grisset GP, White BJ, Larson RL. Structured literature review of responses of cattle to viral and bacterial pathogens causing bovine respiratory disease complex. J Vet Intern Med 2015;29(3):770-780.
Correa P, Brown LN, Bryner JH. Presencia de anticuerpos contra rinotraqueitis infecciosa, diarrea viral bovina, parainfluenza 3, brucelosis, leptospirosis, vibriosis y Haemophilus somnus en sueros de bovinos con problemas patológicos, reproductores y respiratorios. Téc Pecu Mex 1975;(29):26-33.
Gómez RN, Basurto AFJ, Verdugo RA, Bauermann FV, Ridpath JF. Genetic diversity of bovine viral diarrhea virus in cattle from Mexico. J Vet Diagn Invest 2017;29(3):362-365.
Milián SF, Hernández OR, Hernández AL, Alvarado IA, Díaz AE, Mejía EF, et al. Seroprevalence and risk factors for reproductive diseases in dairy cattle in Mexico. J Vet Med Anim Health 2016;8(8):89-98.
Rodríguez SD, García OMA, Jiménez ORJ, Vega MCA. Molecular epidemiology of bovine anaplasmosis with a particular focus in Mexico. Infect Genet Evol 2009;9:1092-1101.
Cossío BR, Rodríguez SD, García OMA, García TD, Aboytes TR. Bovine anaplasmosis prevalence in northern Veracruz State, Mexico. Prev Vet Med 1997;(32):165-170.
Rodríguez SD, García OMA, Hernández SG, Santos CN, Aboytes TR, Cantó AJ. Anaplasma marginale inactivated vaccine: dose titration against a homologous challenge. Comp Immunol Microbiol Infect Dis 2000;(23):239-252.
Jiménez OR., Vega MCA, Oviedo ON, Rojas REE, García OMA, Preciado TJF, et al. Diversidad genética de la región variable de los genes msp1a y msp4 en cepas de Anaplasma marginale de México. Rev Mex Cienc Pecu 2012;3(3):373-387.
Rodríguez CSD, Quiroz CR, Aguilar DH, Vara PJE, Pescador PD, Amaro EI, et al. Immunoinformatic analysis to identify proteins to be used as potential targets to control bovine anaplasmosis. Int J Microbiol. 2020;2020:8882031.
Barrera MAI, Cossío BR, Gutiérrez PJA, Tello LAT, Preciado de la Torre JF, et al. Immunolocalization of Vir B11 protein in the Anaplasma marginale outer membrane and its reaction with bovine immune sera. Rev Mex Cienc Pecu 2018;9(4):769-791.
Brown WC, Zhu D, Shkap V, McGuire TC, Blouin EF, Kocan KM, et al. The repertoire of Anaplasma marginale antigens recognized by CD4(+) T-lymphocyte clones from protectively immunized cattle is diverse and includes major surface protein 2 (MSP-2) and MSP-3. Infect Immun 1998;66(11):5414-22.
Barigye R, Garcia OM, Rojas RE, Rodriguez SD. Identification of IgG2 specific antigens in three Mexican strains of Anaplasma marginale. Ann NY Acad Sci 2004;1026:84-94.
Rodríguez CSD, García OMA, Cantó AGJ, Hernández SG, Santos CN, Aboytes TR. Ensayo de un inmunógeno experimental inactivado contra Anaplasma marginale. Tec Pecu Mex1999;37(1):1-12.
Orozco VLE, Rodríguez SD, Cantó AG, López FR, Jiménez OR, García OM. Anaplasma marginale field challenge: protection by an inactivated immunogen that shares partial sequence of msp1α variable region with the challenge strain. Vaccine 2007;(25):519-525.
García OMA, Aboytes TR, Hernández SG, Cantó AJG, Rodríguez SD. Anaplasma marginale: Diferentes grados de virulencia en dos aislados mexicanos. Vet Méx 2000;31(2);157-160.
Rodríguez CSD, García OMA, Rojas REE, Cantó AGJ, Preciado TJF, Rosario C, et al. Anaplasma marginale Yucatan (Mexico) strain. Assessment of low virulence and potential use as a live vaccine. Annals NY Acad Sci. 2008;(1149):98-102.
Piercy PL. Transmission of anaplasmosis. Ann NY Acad Sci 1956;64:40-48.
Shimada MK, Yamamura MH, Kawasaki PM, Tamekuni K, Igarashi M, Vidotto O, et al. Detection of Anaplasma marginale DNA in larvae of Boophilus microplus ticks by polymerase chain reaction. Ann NY Acad Sci. 2004;(1026):95-102.
Amaro EI, García OMA, Preciado TJF, Rojas REE, Hernández OR, Alpírez MF, et al. Transmission of Anaplasma marginale by unfed Rhipicephalus microplus tick larvae under experimental conditions. Rev Mex Cienc Pecu 2020;11(1):116-131.
Brayton KA, Kappmeyer LS, Herndon DR, Dark MJ, Tibbals DL, Palmer GH, et al. Complete genome sequencing of Anaplasma marginale reveals that the surface is skewed to two superfamilies of outer membrane proteins. Proc Natl Acad Sci USA 2005;102(3):844-9.
Quiroz CRE, Amaro EI, Martínez OF, Rodríguez CSD, Dantán GE, Cobaxin CM, et al. Draft genome sequence of Anaplasma marginale strain Mex- 01-001-01, a mexican strain that causes bovine anaplasmosis. Microbiol Resour Announc. 2018;7(16):e01101-18.
Martínez OF, Quiroz CRE, Amaro EI, Dantán GE, Preciado Torre JF, Rodríguez CS. Whole-genome sequencing of Mexican strains of Anaplasma marginale an approach to the causal agent of bovine anaplasmosis. Int J Genomics 2020;2020:5902029.
Dark MJ, Lundgren AM, Barbet AF. Determining the repertoire of immunodominant proteins via whole-genome amplification of intracellular pathogens. PLoS One. 2012;7(4):e36456.
Díaz AE. Epidemiología de la brucelosis causada por Brucella melitensis, B. suis y B. abortus en animales domésticos. Revue Scientifique et Technique 2013;32(1):43-51.
Herrera LE, Hernández AL, Díaz AE. Study of brucellosis incidence in a bovine dairy farm infected with Brucella abortus, where cattle was revaccinated with RB51. International J Dairy Sci 2007;2(1):50-57.
Herrera LE, Palomares RG, Díaz AE. Milk production increase in a dairy farm under a six-year brucellosis control program. Ann New York Acad of Sci 2008;(1149):296-299.
Leal HM, Jaramillo ML, Hernández AL. Producción de interferón gamma en cultivos de sangre completa en respuesta a antígenos de Brucella abortus en bovinos vacunados con RB51. Téc Pecu Méx 2007;45(2):147-159.
Aparicio BA, Díaz AE, Hernández AL, Pérez GR, Alfonseca SE, Suárez GF. Evaluación serológica y bacteriológica de un hato bovino con brucelosis y revacunado con dosis reducida de Brucella abortus cepa 19. Téc Pecu Méx 2003;41(2):129-140.
Alton GG, Forsyth JRL. Brucellosis. Medical microbiology. INRA 2003;(28):512-525.
Muñoz PM, Marín CM, Monreal D, González D, Garin BB, Díaz R, Mainar JRC, Moriyón I, Blasco JM. Efficacy of several serological tests and antigens for diagnosis of bovine brucellosis in the presence of false-positive serological results due to Yersinia enterocolitica O:9. Clin Diagn Lab Immunol 2005;12(1):141-51.
Díaz AE, Marín C, Alonso UB, Aragón V, Pérez OS, et al. Evaluation of serological tests for diagnosis of Brucella melitensis infection of goats. J Clin Microbiol 1994;(32):1159-1165.
Ramirez PC, Díaz AE, Rodriguez PC, Morales LA, Alvarez OG, Gómez FR. Improved performance of Brucella melitensis native hapteno ver Brucella abortus OPS trace ron goat antibody detection by the fluorescence polarization assay. Vet Immun and Immunophatol 2008;123(3-4):223-229.
Arellano RB, Díaz AE, Leal HM, Hernandez L, Gorvel JP. Intracellular trafficking study of a RB51 B. abortus vaccinal strain isolated from cow milk. Vet Microbiol 2004;98(3-4):307-312.
Diaz AE, Hernández L, Suarez GF. Protection against brucelosis in goats, five years after vaccination with reduced-dose Brucella melitensis Rev-1 vaccine. Tropical Anim health and Prod 2004;3 (2) 117-121.
Cantú A, Díaz AE, Hernández AL, Adams GL, y Suárez GF. Estudio epidemiológico de un hato bovino con prevalencia media de brucelosis, vacunado con las mutantes rugosas de Brucella abortus RB51 y rfbk. Vet Mex 2007;38(2):197–206.
Fuentes DMD, Vitela MI, Arellano RB, Hernández CR, Morales AJF, Cruz VC. Presence of Brucella abortus vaccinal strain RB51 in vaginal exudates of aborted cows. Res J Dairy Sci 2007;1(1-4):13-17.
Leal HM, Díaz AE, Pérez R, Hernández L, Arellano RB, Alfonseca E, et al. Protection of Brucella abortus RB51 vaccine in cows introduced in a herd with active brucellosis, with presence of atypical humoral response. Comp Immunol Microbiol Infect Dis 2005;28(1):63-70.
Díaz AE, Arellano RB, Herrera LE, Leal HM, Suárez GF. Characterization of the transitory immune response in cows immunized with RB51 and its implication on diagnosis within brucellosis endemic zones. Intl. J. Dairy Sci 2007;2(4):364-371.
Gutiérrez JA, Casanova LG, Romero TC, Sosa GS, Cantó AG, Mercado PM, et al. Population structure of Mycobacterium bovis isolates from cattle in México. Prev Vet Med 2012;106(1):1-8.
Norma Oficial Mexicana NOM-031-ZOO-1995. Campaña Nacional Contra la Tuberculosis Bovina (Mycobacterium bovis).1995.
Díaz OF, Banda RV, Jaramillo ML, Arriaga DC, González SD Estrada, CC. Identificación de bovinos portadores de Mycobacterium bovis aplicando técnicas inmunológicas y moleculares. Vet Méx 2003;34(1):14-25.
Estrada CC, Díaz OF, Arriaga DC, Villegas SN, Pérez GR, González SD. Concordancia de la PCR y métodos rutinarios para el diagnóstico de la tuberculosis bovina. Vet Méx 2004;35(3):225-235.
Ramírez CIC, Santillán FMA, Arriaga DC, Arellano RB, Morales AJF. Empleo de la PCR-Multiplex para diferenciar caprinos vacunados con M. bovis BCG de infectados con M. bovis de campo. Tec Pecu Méx 2004;42(3):419-428.
Ramírez CIC, Santillán FMA, Arellano RB, Morales AJF, Tenorio GVR. Detección de secuencias nucleotídicas de Mycobacterium bovis a partir de ADN de moco nasal de caprinos inoculados experimentalmente. Vet Mex 2006;37(2):191-195.
González SDV, Díaz OF, Jaramillo ML, Pérez GR, Padilla UJ, Santillán FMA, et al. Evaluación de diferentes inmunógenos contra la tuberculosis bovina mediante presencia de lesiones a la necropsia. Vet Méx 2007;38(3):271-284.
Guzmán RCC, Santillan FMA, Córdova LD. Prevalence and possible risk factors for caprine paratuberculosis in intensive dairy production units in Guanajuato, Mexico. J Vet Med Anim Health 2016;8(11):156-162.
Martínez CAG, Santillán FMA, Guzmán RCC, Favila HLC, Córdova LD, Díaz AE, Hernández AL, Blanco OM. Desarrollo de un inmuno ensayo-enzimático (ELISA), para el diagnóstico de paratuberculosis en bovinos. Rev Mex Cienc Pecu 2012;3(1):1-18.
Milián SF, Santillán FMA, Zendejas MH, García CL, Hernández AL, Cantó AG. Prevalence and associated risk factors for Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis in dairy cattle in Mexico. J Vet Med Anim Healt 2015;7(10):302-307.
Morón CFJ, Cortéz RC, Santillán FMA. Figueroa SB, Gallegos SJ. Prácticas de manejo asociadas con la seroepidemiología de paratuberculosis ovina en San Luis Potosí. Agroproductividad 2015;8(6):30-36.
Gallaga MEP, Arellano RB, Santillán FMA, Favila HLC, Córdova LD, Morales RJ, Díaz AE. Situación epidemiológica de la paratuberculosis en las principales regiones caprinas del Estado de Puebla, México. Quehacer Científico en Chiapas 2017;12(1):36-45.
Torres VR, Santillán FMA, Córdova LD, Martínez MOL, Guzmán RCC. Comparison of fluorescence polarization assay and enzyme-linked immunosorbent assay for the diagnosis of bovine paratuberculosis. J Vet Med Anim Health 2019;11(5):94-89.
Jaimes NG, Santillán FMA, Hernández COA, Córdova LD, Guzmán RCC, Arellano RB, et al. Detección de Mycobacterium avium subespecie paratuberculosis, por medio de PCR-anidada a partir de muestras de heces de ovino. Vet Méx 2008;39(4):377-386.
Panciera RJ, Confer AW. Pathogenesis and pathology of bovine pneumonia. Vet Clin Food Anim 2010;(26):191–214.
Rivera RJJ, Kisiela D, Czuprynski CJ. Bovine herpesvirus type 1 infection of bovine bronchial epithelial cells increases neutrophil adhesion and activation. Vet Immunol Immunopathol 2009;131(3-4):167-176.
Aguilar RF, Trigo TE, Jaramillo ML, Sánchez MH. Aislamiento de Haemophilus somnus a partir de pulmones neumónicos de bovinos. Téc Pecu Méx 1986;(52):67-73.
Trigo TFJ: El Complejo respiratorio infeccioso de los bovinos y ovinos. Ciencia Veterinaria 1987;(4):1-37.
Jaramillo ML, Aguilar RF., Trigo TF. Serotipificación de Pasteurella haemolytica y determinación de los tipos cápsulares de Pasteurella multocida, aisladas de pulmones neumónicos de becerros en México. Vet Méx 1987;(18):185-188.
Jaramillo ACJ, Hernández CR, Suárez GF, Martínez MJJ, Aguilar RF, Jaramillo ML, Trigo TFJ. Characterization of Mannheimia spp strains isolated from bovine nasal exudate and factors associated to isolates, in dairy farms in the Central Valley of México. Res Vet Sci 2008;84(1):7-13.
Salas TE, Aguilar RF, Trigo TF, Jaramillo ML. Sensibilidad de aislamientos de Pasteurella haemolytica y Pasteurella multocida aislados de bovinos y ovinos a varios agentes antimicrobianos. Téc Pecu Méx 1987;25(2):243-249.
Pijoán AP, Aguilar RF. Resistencia y sensibilidad a antimicrobianos en cepas de Pasteurella haemolytica, P. multocida y Haemophilus somnus, aisladas en becerras lecheras en establos de Tijuana. Vet Méx 2000; 31(2)154-156.
Méndez LM. Detección de leucotoxina en aislamientos de Mannheimia haemolytica obtenidos de exudados nasales y pulmones neumónicos de bovinos productores de leche [Tesis Licenciatura]. México, D.F: Universidad Nacional Autónoma de México; 2010.
Pérez RN. Estudio de la capacidad de producción de biopelícula y resistencia a antimicrobianos en cepas de Pasteurella multocida, Mannheimia haemolytica e Histophilus somni [Tesis licenciatura]. México, DF: Universidad Nacional Autónoma de México; 2010.
Fernández RMA, Vaca S, Reyes LM, de la Garza M, Aguilar RF, Zenteno E, et al. Outer membrane vesicles of Pasteurella multocida contain virulence factors. Microbiology Open 2014;3(5):711-717.
Morales AJF, Jaramillo ML, Oropeza VZ, Tórtora PJ, Espino RG. Evaluación experimental de un inmunógeno de Pasteurella haemolytica en corderos. Vet Mex 1993;24(2):97-105.
Aguilar RF, Jaramillo ML, Trigo TF, Suárez GF, Morales AF. Evaluación de la protección contra la pasteurelosis neumónica en corderos vacunados con diferentes antígenos de Pasteurella haemolytica A1. Vet Méx 1997;28(3):221-229.
Jaramillo ML, Aguilar RF, Suárez GF, Trigo TFJ. Challenge exposure of sheep immunized with live vaccine and culture supernatant of Mannheimia haemolytica A1: Effects of revaccination. Small Ruminant Res 2007;70(2-3):209-217.
Marquez A, Djelouadji Z, Lattard V, Kodjo A. Overview of laboratory methods to diagnose leptospirosis and to identify and to type leptospires. Int Microbiol 2017;20(4):184-193.
Victoriano AF, Smythe LD, Gloriani BN, Cavinta LL, Kasai T, Limpakarnjanarat K, et al. Leptospirosis in the Asia Pacific region. BMC Infect Dis 2009;(9):147. https://doi.org/10.1186/1471-2334-9-147
Chideroli RT, Gonçalves DD, Suphoronski SA, Alfieri AF, Alfieri AA, de Oliveira AG, et al. Culture strategies for isolation of fastidious Leptospira Serovar Hardjo and molecular differentiation of genotypes Hardjobovis and Hardjoprajitno. Front Microbiol 2017;(8):2155.
Haake DA, Levett PN. Leptospirosis in humans. Curr Top Microbiol Immunol 2015;387:65-97.
Barbosa C, Martins G, Lilenbaum W. Infectivity and virulence of leptospiral strains of serogroup Sejroe other than Hardjo on experimentally infected hamsters. Braz J Microbiol 2019;50(4):1129-1132.
Ellis WA. Leptospirosis as a cause of reproductive failure. Vet Clin North Am Food Anim Pract 1994;10(3):463-78.
Varela G, Roch E. Leptospirosis en la República Mexicana. Salud Públ Méx1965;7(2):189-193.
Luna AMA, Moles CLP, Gavaldón RD, Nava VC, Salazar GF. Estudio retrospectivo de seroprevalencia de leptospirosis bovina en México considerando las regiones ecológicas. Rev Cubana Med Trop 2005;57(1):28-31.
Cantú CA, Banda RVM. Seroprevalencia de leptospirosis bovina en tres municipios del sur de Tamaulipas. Téc Pecu Méx 1995;33(2):121-124.
Carmona GCA, León LL, Castillo SLO, Ramírez OJM, Ko A, Luna PC, et al. Detección de Leptospira santarosai y L. kirschneri en bovinos: nuevos aislados con potencial impacto en producción bovina y salud pública. Vet Méx 2011;42(4):277-288.
Moles CLP, Cisneros PMA, Gavaldón RD, Rojas SN, Torres BJI. Estudio serológico de leptospirosis bovina en México. Rev Cubana Med Trop 2002;54(1):24-27.
Segura CVM, Solis CJJ, Segura CJC. Seroprevalence of and risk factors for leptospiral antibodies among cattle in the state of Yucatan, Mexico. Trop Anim Health Prod 2003;35(4):293-299.
Banda RV, Orozco VL, Urrutia VR. Use of polymerase chain reaction for the identification of Leptospira sp. in urine of carriers. Rev Cubana Med Trop 2005;57(1):47-48.
Escamilla HP, Martínez MJJ, Medina CM, Morales SE. Frequency and causes of infectious abortion in a dairy herd in Queretaro, Mexico. Can J Vet Res 2007;(71):314-317.
Zárate MJP, Rosete FJV, Ríos UA, Barradas PFT, Olazarán JS. Prevalencia de leptospirosis y su relación con la tasa de gestación en bovinos de la zona centro de Veracruz. Nova Scientia 2015;7(14):202-217.
Ojeda CJJ, Espinosa AE, Hernández GPA, Rojas MC, Álvarez MJA. Seroprevalencia de enfermedades abortivas de bovinos. Ecosistemas y Recursos Agropecuarios 2016;3(8):243-249.
Banda RVM, Loza RE, Mejía SP. Eficiencia del hidróxido de aluminio, vitaminas liposolubles y levamisol, empleados en una bacterina de leptospira en vaquillas, para la generación de anticuerpos específicos. Téc Pecu Méx 1991;29(3):139-143.
Orozco VLE, López FR, Moles CLP, Quiroz VJ. Evaluación de una bacterina homóloga contra la leptospirosis bovina. Rev Cubana Med Trop 2005;57(1):38-42.
Estrada PA, García Z, Sánchez HF. The distribution and ecological preferences of Boophilus microplus (Acari: Ixodidae) in Mexico. Exp Appl Acarol 2006;38(4):307-316.
Gaxiola CS, García VZ, Cruz VC, Portillo LJ, Vázquez PC, Quintero MMT, et al. Comparison of efficiency and reproductive aptitude indexes between a reference and field strains of the cattle tick Rhipicephalus (Boophilus) microplus in Sinaloa, Mexico. Rev Bras Parasitol Vet 2009;18(4):9-13.
Fernández RM. Comparación de cuatro técnicas de colecta de larvas de Boophilus microplus bajo condiciones de campo en infestación controlada. Tec Pecu Mex 1996;34(3):175-182.
Fernandez RM, Cruz VC, Solano VJ, García VZ. Anti-tick effects of Stylosanthes humilis and Stylosanthes hamata on plots experimentally infested with Boophilus microplus larvae in Morelos, Mexico. Exp Appl Acarol 1999;23(2):171-175.
Cruz VC, Fernández RM, Solano VJ, García VZ. Anti-tick effect observed in mature plants of tropical legumes Stylosanthes humilis and S. hamata. Parasitol 1999;23(1-2):15-18.
Fernández RM, Preciado Torre JF, García VZ, Cruz VC, Saltijeral OJ. Evaluación estacional de la recuperación de larvas de Boophilus microplus en cuatro leguminosas forrajeras en parcelas experimentalmente infestadas. Tec Pecu Mex 2004;42(1):97-104.
Muro CF, Cruz-Vázquez C, Fernández-Ruvalcaba M, Molina-Torres J, Soria CJ, Ramos PM. Repellence of Boophilus microplus larvae in Stylosanthes humilis and Stylosanthes hamata plants. Parasitol Latinoam 2003;58(3-4):118-121.
Fernandez RM, Preciado TF, Cruz VC, Garcia VZ. Anti-tick effects of Melinis minutiflora and Andropogon gayanus grasses on plots experimentally infested with Boophilus microplus larvae. Exp Appl Acarol 2004;32(4):293-9.
Fernández RM, Zhioua E, García VZ. Infectividad de Metarhizium anisopliae en contra de cepas de garrapata Boophilus microplus sensible y resistente a los organofosforados. Tec Pecu Mex 2005;43(3):433-440.
Miranda ME, Cossio BR, Quezada DMR, Sachman RB, Reynaud E. Staphylococcus saprophyticus is a pathogen of the cattle tick Rhipicephalus (Boophilus) microplus. Biocontrol Sci Technol 2010;20(10):1055-1067.
Miranda ME, Cossio BR, Martínez IF, Casasanero OR, Folch J. Natural occurrence of lethal aspergillosis in the cattle tick Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Acari:Ixodidae). Parasitology 2012;139(2):259-263.
Miranda ME, Cossio BR, Tellez AM, García VZ, Rosario CR, Ortiz EM. An enzymatic marker for ixodicide resistance detection in the cattle tick Boophilus microplus. Agric Res 1995;(3):000-008.
Rosario CR, Miranda ME, García VZ, Ortiz EM. Detection of esterase activity in susceptible and organophosphate resistant strains of the cattle tick Boophilus microplus (Acari: Ixodidae). Bull Entom Res 1997;87(2):197-202.
Hernandez R, He H, Chen AC, Waghela SD, Ivie GW, George JE, Wagner GG. Identification of a point mutation in an esterase gene in different population of the southern cattle tick, Boophilus microplus. Insect Biochem Mol Biol 2000;30(10):969-977.
Hernandez R, Guerrero F, George JE, Wagner GG. Allele frequency and gene expression of a putative carboxylesterase-encoding gene in a pyrethroid resistant strain of the tick Boophilus microplus. Insect Biochem Mol Biol 2002;32(9):1009-1016.
Pruett JH, Guerrero FD, Hernandez R. Isolation and identification of an esterase from a mexican strain of Boophilus microplus (Acari: Ixodidae). J Econ Entomol 2002;95(5):1001-1007.
Guerrero FD, Li AY, Hernandez R. Molecular diagnosis of pyrethroid resistance in mexican strains of Boophilus microplus. J Med Entomol 2002;39(5):770-776.
Rosario CR, Guerrero FD, Miller RJ, Rodriguez VRI, Tijerina M, Dominguez GDI, et al. Molecular survey of pyrethroid resistance mechanisms in mexican field population of Rhipicephalus (Boophilus) microplus. Parasitol Res 2009;105(4):1145-1153.
Cossio-Bayugar R, Miranda-Miranda E, Ortiz-Najera A, Neri-Orantes S. Boophilus microplus pyrethroid resistance associated to increased levels of monooxygenase enzymatic activity in field isolated Mexican ticks. J Biol Sci 2008;8(2):404-409.
Cossio-Bayugar R, Miranda-Miranda E, Ortiz-Najera A, Neri-Orantes S, Olvera-Valencia F. Cytochrome P-450 monooxygenase gene expression supports a multifactorial origin for acaricide resistance in Ripicephalus microplus. Res J Parasitol 2008;3(2):59-66.
Soberanes CN, Santamaria VM, Fragoso SH, Garcia VZ. Primer caso de resistencia al amitraz en la garrapata del ganado Boophilus microplus en México. Tec Pecu Mex 2002;40(1):81-92.
Rosado AJA, Rodriguez VRI, Garcia VZ, Fragoso SH, Ortiz NA, Rosario CR. Development of amitraz resistance in field populations of Boophilus microplus (Acari: Ixodidae) undergoing typical amitraz exposure in the Mexican tropics. Vet Parasitol 2008;152(3-4):349-353.
Cossio BR, Miranda ME, Portilla SD, Osorio MJ. Quantitative PCR detection of cholinesterase and carboxylesterase expression levels in acaricide resistant Rhipicephalus (Boophilus) microplus. J Entomol 2009;6(2):117-123.
Ramírez RPB, Rosario CR, Domínguez GDI, Hernández GR, Lagunes QRE, Ortuño SD, et al. Identification of immunogenic proteins from ovarian tissue and recognized in larval extracts of Rhipicephalus (Boophilus) microplus, through an immunoproteomic approach. Exp Parasitol 2016;170:227-235.
Granjeno CG, Hernandez OR, Mosqueda J, Estrada MS, Figueroa JV, Garcia Vazquez Z. Characterization of a vitellogenin gene fragment in Boophilus microplus ticks. Ann NY Acad Sc 2008;1149(1):58-61.
Almazán C, Lagunes R, Villar M, Canales M, Rosario CR, Jongejan F, et al. Identification and characterization of Rhipicephalus (Boophilus) microplus candidate protective antigens for the control of cattle tick infestations. Parasitol Res 2010;(106):471-479.
Lugo CCS, Hernandez OR, Gomez RN, Martinez VM, Castro SE, Lagunes QR. Genetic diversity of the ATAQ gene in Rhipicephalus microplus collected in Mexico and implications as anti-tick vaccine. Parasitol Res 2020;(119):3523-3529.
Lagunes R, Dominguez D, Quiroz H, Martinez M, Rosario R. Potential effects on Rhipicephalus microplus tick larvae fed on calves immunized with a subolesin peptide predicted by epitope analysis. Trop Biomed 2016;33(4):726-738.
Merino CJO, Gómez RN, Barrera MI, Lagunes QR. Análisis in silico del gen subolesina como posible vacuna contra garrapatas Rhipicephalus microplus. Ecosistemas y Recur Agropecuarios 2019;6(16):129-136.
Álvarez JA, Figueroa JV. Desarrollo de una vacuna viva atenuada para el control de la babesiosis bovina en México. Servicio Nacional de Sanidad, Inocuidad y Calidad Agroalimentaria. Reunión CENAPA. Morelos, México. 2005:8-15.
SIAP. Servicio de información agroalimentaria. 2019.
Álvarez JA, Cantó GJ. Epidemiología de la babesiosis. En: H. Quiroz editor Parasitología. Vol. Conmemorativo de la Sociedad Mexicana de Parasitología. S.C. México, D.F.; 1985:55-72.
Bock R, Jackson L, De Vos A, Jorgensen W. Bovine babesiosis. Parasitol 2004;(129): 247-269.
Rodríguez VRI, Grisi L, Pérez de León AA, Silva VH, Torres AJFJ, Fragoso SH, et al. Evaluación del impacto económico potencial de los parásitos del ganado bovino en México. Rev Mex Cienc Pecu 2017;8(1):61-74.
Rodríguez VR, Rivas AL, Chowell G, Fragoso SH, Rosario CR, García Z, et al. Spatial distribution of acaricide profiles Boophilus microplus strains susceptible or resistant to acaricides in southeastern Mexico. Vet Parasitol 2007;146(1-2):158-169.
Álvarez MJA, Rojas MC. Hematología diagnóstica. En: Campos RR y Bautista GR editores. Diagnóstico de helmintos y hemoparásitos de rumiantes. AMPAVE; 1989:145-158.
Bolio GME, Figueroa MJV, Álvarez MJA, Rojas MC, Vega MCA, López RM. Examen de laboratorio para parásitos de la sangre. En: Rodríguez-Vivas RI editores. Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria. AMPAVE-CONASA. México, D.F.; 2015:129-157.
Alvarez MJA, Rojas MC, Figueroa MJV. Diagnostic tools for the identification of Babesia sp. in persistently infected cattle. Pathogens 2019;8(3):143.
Canto AGJ, Figueroa MJV, Ramos AJA, Rojas EE, Garcia TD, Alvarez MJA, et al. Evaluation of cattle inoculated with Babesia bovis clones adhesive in vitro to bovine brain endothelial cells. Ann New York Acad Sci 2006;1081(1):397-404.
Nevils MA, Figueroa MJV, Turk JR, Canto AGJ, Le V, Ellersieck MR, et al. Cloned lines of Babesia bovis differ in their ability to induce cerebral babesiosis in cattle. Parasitol Res 2000;86(6):437-443.
Figueroa MJV, Alvarez MJA, Buening GM, Cantó AG, Hernandez OR, Monroy B, et al. Antibody Response to Babesia bigemina infection in calves measured ELISA and immunoblotting techniques. Rev Lat Amer Microbiol 1992;34(4):47-55.
Rojas RE, Domínguez P, García M, Cruz-Vázquez C, Figueroa MJV, Ramos AJA. Prevalencia e incidencia de Babesia bovis y Babesia bigemina en un hato bovino en Axochiapan, Morelos. Avan Invest Agropec 2004;8(2):1-8.
Figueroa MJV, Buening GM, Kinden DA, Green TJ. Identification of common surface antigens among Babesia bigemina isolates using monoclonal antibodies. Parasitol 1990;100(2):161-175.
Figueroa MJV, Buening GM, Kinden DA. Use of monoclonal antibodies for the identification of a common surface antigen of Babesia bovis. Ann NY Acad Sci 1998;849(1):433-437.
Figueroa MJV, Precigout E, Carcy, B, Gorenflot A. Identification of common antigens in Babesia bovis, B. bigemina, and B. divergens. Ann NY Acad Sci 2006;1081:382-396.
Figueroa MJV, Precigout E, Carcy B, Gorenflot A. Identification of a coronin-like protein in Babesia species. Ann NY Acad Sci 2006;1026(1):125-38.
Goff WL, Johnson WC, Molloy JB, Jorgensen WK, Waldron SJ, Figueroa MJ, et al. Validation of a competitive enzyme-linked immunosorbent assay for detection of Babesia bigemina antibodies in cattle. Clin Vaccine Immunol 2008;15(9):1316-1321.
Ushe TC, Palmer GH, Sotomayor L, Figueroa MJV, Buening GM, Perryman LE, et al. Antibody response to a Babesia bigemina rhoptry-associated protein 1 surface-exposed and neutralization-sensitive epitope in cattle. Infect Immun 1994;62(12):5698-5701.
Borgonio V, Mosqueda J, Genis AD, Falcon A, Alvarez JA, Camacho M, et al. msa-1 and msa-2c gene analysis and common epitopes assessment in Mexican Babesia bovis isolates. Ann NY Acad Sci 2008;1149(1):145-148.
Perez J, Perez JJ, Vargas P, Alvarez JA, Rojas C, Figueroa JV. Sequence conservation of the 12D3 gene in Mexican isolates of Babesia bovis. Transbound Emerg Dis 2010;57(1-2):57-60.
Figueroa MJV, Buening GM, Mishra V, McElwain TF. Screening of a B. bigemina cDNA library with monoclonal antibodies directed to surface antigens. Ann NY Acad Sci 1992b;(653):122-130.
Figueroa MJV, Lira AJJ, Vargas UP, Rojas MC, Alvarez MJA. Cloning and sequencing of the rap-1α1 gene from Mexican isolates of Babesia bigemina. J Vet Sci Technol 2017;(8):4.
Palacios MJM. Comparación de la prueba de iELISA mediante el uso de las proteínas r12d3 y rRAP–1 como antígeno contra Babesia bigemina. [Tesis licenciatura]. México, Universidad Autónoma del Estado México; 2019.
Castañeda ARO, Rojas MC, Figueroa MJV, Álvarez MJA. Ensayo inmunoenzimático con antígeno recombinante MSA-1 para el diagnóstico de Babesia bovis, Memorias VIII Congr Int Epidemiol, León, Gto. 2013:275-279.
Castillo PIM, Lira A JJ, Castañeda ARO, Cantú CA, Mejía EF, Polanco MDJ, et al. Comparación de pruebas serológicas para el diagnóstico epidemiológico de babesiosis bovina transmitida por garrapatas. Entomol Mex 2017;4:611-616.
Figueroa MJV, Santamaria RM, Lira AJJ, Vargas UP, Castañeda ARO, Alvarez MJA, et al. Determination of the immunogenicity conferred in cattle by inoculation of Babesia bigemina recombinant antigens. J Vet Sci Technol 2018;9. doi:10.4172/2157-7579-C2-039.
Alvarez MJA, Lopez U, Rojas MC, Borgonio VM, Sanchez V, Castaneda ARO, et al. Immunization of Bos taurus steers with Babesia bovis recombinant antigens MSA-1, MSA-2c and 12D3. Transbound Emerg Dis. 2010;57:87-90.
Reyes SRM, Bautista GCR, Castañeda ARO, Vargas U P, Álvarez MJA, Rojas MC, et al. Babesiosis: Field assessment of protection in cattle immunized with a mixture of Babesia bovis recombinant proteins. Quehacer Científico en Chiapas 2016;11(2):36-46.
Santamaria RM, Lira AJJ, Vargas UP, Álvarez MJA, Rojas MC, Figueroa MJV. Validation of an indirect ELISA using recombinant proteins as antigen to identify animals exposed to Babesia bigemina. Transbound Emerg Dis 2020;67(S2):201-207.
Aboytes TR, Buening GM, Figueroa MJV, Vega MCA. El uso de zonas de ADN para el diagnóstico de hemoparásitos. Rev Cubana Cienc Vet 1991;22(3):173-181.
Figueroa MJV, Buening GM. Nucleic acid probes as a diagnostic method for tick-borne hemoparasites of veterinary importance. Vet Parasitol 1995;57(1-3):75-92.
Ramos AJA, Alvarez MJA, Figueroa MJV, Solis J, Rodriguez VRI, Hernandez OR, et al. Evaluation of the use of a Babesia bigemina DNA probe in an epidemiological survey. Mem Inst Oswaldo Cruz 1992;87(3):213-217.
Figueroa MJV, Chieves LP, Johnson GS, Buening GM. Detection of Babesia bigemina-infected carriers by polymerase chain reaction amplification. J Clin Microbiol 1992;30(10):2576-2582.
Figueroa MJV, Chieves LP, Johnson GS, Goff WL, Buening GM. Polymerase chain reaction-based diagnostic assay to detect cattle chronically infected with Babesia bovis. Rev Lat Amer Microbiol 1994;36(1):47-55.
Buening GM, Aboytes TR, Figueroa MJV, Allen LW. A PCR amplification/DNA probe assay to detect Anaplasma marginale carriers. Proc. 96th Ann Meet US Anim Health Assoc. Louisville, Kentucky. 1992:287-294.
Figueroa MJV, Chieves LP, Johnson GS, Buening GM. Multiplex polymerase chain reaction assay for the detection of Babesia bigemina, Babesia bovis and Anaplasma marginale DNA. Vet Parasitol 1993;50(1-2):69-81.
Figueroa MJV, Alvarez MJA, Ramos AJA, Vega MCA, Buening GM. Use of a multiplex PCR assay to diagnose hemoparasite-infected bovine carriers in Mexico. Revue Élev Méd vét Pays trop 1993;46(1-2):71-75.
Alvarez MJA, Ramos AJA, Figueroa MJV, Mosqueda GJJ, Vega MCA, Buening GM. Descriptive epidemiology of anaplasmosis and babesiosis in cattle farms from Campeche Mexico. 75th Ann Meet CRWAD. Chicago, Ill. 1994:56.
Figueroa MJV, Alvarez MJA, Canto AGJ, Ramos AJA, Mosqueda GJJ, Buening GM. Comparative sensitivity of two tests for the diagnosis of multiple hemoparasite infection of cattle. Ann NY Acad Sci 1996;791(1):117-127.
López M, Figueroa MJV, Ramos AJA, Mosqueda GJJ, Rojas, REE, Vega MCA, et al. Infection and seroconversion of susceptible animals introduced into a babesiosis endemic area. Ann NY Acad Sci 2008;1149(1):131-135.
Figueroa MVJ, Cantó AGJ, Álvarez MJA, Lona R, Ramos AJA, Vega MCA. Capacidad protectora en bovinos de una cepa de Babesia bigemina derivada del cultivo in vitro. Téc Pecu Méx 1998;(36):95-107.
Sparagano OAE, Allsopp MTEP, Mank RA, Rijpkema SGT, Figueroa MJV, Jongejan F. Molecular detection of pathogen DNA in ticks: A review. Exp Applied Acarol 1999;23(12):929-960.
Rojas RE, Mosqueda GJJ, Álvarez MJA, Hernández OR, Ramos AJ, Rojas MC, et al. Transmissibility of Babesia bigemina and Babesia bovis attenuated strains by Rhipicephalus microplus ticks. Rev Mex Cienc Pecu 2011;2(3):267-281.
Figueroa MJV, Lira JJ, Polanco MDJ, Álvarez MJA, Rojas MC, Bautista GCR. Diferenciación de Babesia bovis y Babesia bigemina mediante el uso de una prueba molecular en ADN extraído de garrapatas repletas. Entomol Mex 2015;(2):706-713.
Bock RE, de Vos AJ, Lew A, Kingston TG, Fraser IR. Studies on failure of T strain live Babesia bovis vaccine. Aust Vet J 1995;72(8):296-300.
Shkap V, de Vos AJ, Zweygarth E, Jongejan F. Attenuated vaccines for tropical theileriosis, babesiosis and heartwater: the continuing necessity. Trends Parasitol 2007;(23):420-426.
Shkap V, Kocan K, Molad T, Mazuz M, Leibovich B, Krigel Y, et al. Experimental transmission of field Anaplasma marginale and the A. centrale vaccine strain by Hyalomma excavatum, Rhipicephalus sanguineus and Rhipicephalus (Boophilus) annulatus ticks. Vet Microbiol 2009;134(3-4):254-260.
Figueroa MJV, Cantó AGJ, Juárez FJ, Ruiz LF. Cultivo in vitro de Babesia bovis: establecimiento y condiciones óptimas de multiplicación. Téc Pecu Méx 1984;(46):46-52.
Monroy BM, Romero OG, Torres AR, Álvarez MJA, Canto AGJ, Vega MCA. Establecimiento en México del cultivo in vitro de Babesia bigemina. Téc Pecu Méx 1987;(25):141-50.
Hernández OR, Álvarez MJA, Buening GM, Cantó AGJ, Monroy BM, Ramos AJA, et al. Diferencias en la virulencia y en la inducción de protección de aislamientos de Babesia bigemina derivados de cultivo in vitro. Téc Pecu Méx 1990;28(2):51-61.
Cantó AGJ, Figueroa MJV, Álvarez MJA, Ramos AJA, Vega MCA. Capacidad inmunoprotectora de una clona irradiada de Babesia bovis derivada del cultivo in vitro. Téc Pecu Méx 1996;34(3):127-135.
Figueroa MVJ, Cantó AGJ, Álvarez MJA, Lona R, Ramos AJA, Vega MCA. Capacidad protectora en bovinos de una cepa de Babesia bigemina derivada del cultivo in vitro. Téc Pecu Méx 1998;36:95-107.
Vega MCA, Figueroa MJV, Rojas REE, Ramos AJA, Cantó AGJ. Insuficiente inmunidad cruzada en bovinos por Babesia bigemina y/o Babesia bovis derivadas del cultivo in vitro. Téc Pecu Méx 1999;37(1):13-22.
Cantó AG, Figueroa MJV, Ramos AJ, Álvarez MJA, Mosqueda GJJ, Vega MC. Evaluación de la patogenicidad y capacidad protectora de un inmunógeno fresco combinado de Babesia bigemina y B. bovis. Vet Méx 1999;30(3):215-20.
Alvarez MJA, Ramos AJA, Rojas RE, Mosqueda GJJ, Vega MCA, Olvera MA, et al. Field challenge of cattle vaccinated with a combined Babesia bovis and Babesia bigemina frozen immunogen. Ann NY Acad Sci 2004;1026(1):277-283.
Ojeda JJ, Orozco Flores R, Rojas C, Figueroa JV, Alvarez JA. Validation of an attenuated live vaccine against babesiosis in native cattle in an endemic area. Transboun Emer Dis 2010;57(1-2):84-86.
Bautista GCR, Lozano AR, Rojas MC, Alvarez MJA, Figueroa MJV, García GR, et al. Co-immunization of cattle with a vaccine against babesiosis and Lactobacillus casei increases specific IgG1 levels to Babesia bovis and B. bigemina. Parasitol Int 2015;64(5):319-323.
Rojas MC, Rodriguez VRI, Figueroa MJ, Acosta VKY, Gutiérrez RJ, Alvarez MJ. In vitro culture of Babesia bovis in a bovine serum-free culture medium supplemented with insulin, transferrin, and selenite. Exp Parasitol 2016;(170):214-219.
Rojas MC, Rodriguez VRI, Figueroa MJV, Acosta VKY, Gutiérrez REJ, Alvarez MJA. Putrescine: essential factor for in vitro proliferation of Babesia bovis. Exp Parasitol 2017;(175):79-84.
Rojas MC, Rodriguez VRI, Figueroa MJV, Acosta VKY, Gutiérrez REJ, Bautista GCR, et al. Babesia bigemina: advances in continuous in vitro culture using serum free medium, supplemented with insulin, transferrin, selenite and putrescine. Parasitol Int 2018;67(3):294-301.
Rojas MC, Rodriguez VRI, Figueroa MJV, Bautista GCR, Castaneda ARO, Lira AJJ, et al. Bovine babesiosis: Cattle protected in the field with a frozen vaccine containing Babesia bovis and Babesia bigemina cultured in vitro with a serum-free medium. Parasitol Int 2018;67(2):190-195.
Brown WC, Palmer GH. Designing blood-stage vaccines against Babesia bovis and B. bigemina. Parasitol Today 1999;15(7):275-281.
Álvarez, M.J.A, Figueroa, MJV, Ueti, MW, Rojas MC. Innovative alternatives for continuous in vitro culture of Babesia bigemina in medium free of components of animal origin. Pathogens 2020;9(5):343.
Alvarez MJA, Rojas MC, Figueroa MJV. An Overview of current knowledge on in vitro Babesia cultivation for production of live attenuated vaccines for bovine babesiosis in Mexico. Front Vet Sci 2020;(7):364. doi:10.3389/fvets.2020.00364.
Mackenzie SJ, Jeggo M. The one health approach. Why is it important? Trop Med Infect Dis 2019;4(2):88.
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