Caracterización genética de la oveja Pelibuey de México usando marcadores microsatélites
DOI:
https://doi.org/10.22319/rmcp.v12i1.5106Palabras clave:
Pelibuey, Caracterización genética, Microsatélites, Oveja de peloResumen
El objetivo fue caracterizar genéticamente 23 subpoblaciones de oveja Pelibuey de México y un rebaño cubano mediante nueve marcadores microsatélites. En el análisis por iniciadores, se observaron 99 alelos y un contenido de información polimórfica (PIC) de 0.84. El FIS, FST y FIT tuvieron valores de 0.007, 0.151 y 0.158, respectivamente. Tres iniciadores (OarFCB304, OarJMP29 e ILSTS5) mostraron desviaciones en el equilibrio de Hardy-Weinberg (HWE; P<0.05). En el análisis por subpoblaciones, se observó un rango de 28 a 49 alelos por subpoblación, número medio de alelos (MNA) de 4.08 y número efectivo de alelos (NE) de 3.25. Los valores de heterocigosis observada (HO) y esperada (HE) fueron 0.726 y 0.731, respectivamente. Seis de las 24 subpoblaciones evaluadas mostraron desviaciones del HWE (P<0.05). Los valores de FIS por subpoblación variaron entre -0.71 y 0.138. Se registraron nueve alelos privados y no se detectaron alelos compartidos por todas las subpoblaciones. Mediante un análisis de componentes principales (PCA), las subpoblaciones se agruparon en dos clústeres. La prueba de Mantel determinó que la distancia genética (medida mediante las distancias mínimas insesgadas de Nei) no se relacionó con la distancia geográfica (r= -0.062; P>0.05). El análisis de estructura poblacional determinó que el número de poblaciones ancestrales (K) fue igual a 2, mostrando consistencia con el PCA. Se concluye que la oveja Pelibuey de México tiene una alta diversidad genética y que sus subpoblaciones se agrupan en dos grupos, uno de los cuales muestra el material genético más preservado.
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Berruecos VJM, Valencia ZM, Castillo RH. Genética del borrego Tabasco o Peligüey. Téc Pecu 1975;29:59-65.
Montalvo MP, Romualdo MJG, Sierra VA, Ortiz OJ, Hernández ZJ, Medrano HA. El ovino Pelibuey en el trópico mexicano. En: Delgado BJV, Nogales BS editores. Biodiversidad ovina iberoamericana. Caracterización y uso sustentable. España, Universidad de Córdoba. Servicio de Publicaciones 2009:363-375.
Aguilar-Martínez CU, Berruecos-Villalobos JM, Espinoza-Gutiérrez B, Segura-Correa JC, Valencia-Méndez J, Roldán-Roldán A. Origen, historia y situación actual de la oveja Pelibuey en México. Trop Subtrop Agroecosys 2017;20(3):429-439.
Arteaga CJD. Diagnóstico actual de los ovinos en México. En: Memorias del 8 Congreso Mundial de la Lana y el Cordero. Asociación Mexicana de Criadores de Ovinos. Querétaro, Qro.2007:9-12.
Magaña-Monforte JG, Huchin-Cab M, Ake-López RJ, Segura-Correa JC. A field study of reproductive performance and productivity of Pelibuey ewes in southeaster Mexico. Trop Anim Health Prod 2013;45(8):1771-1776.
Valencia J, Porras A, Mejía O, Berruecos JM, Trujillo J, Zarco L. Actividad reproductiva de la oveja Pelibuey durante la época de anestro: influencia de la presencia del macho. Rev Científica FCV-LUZ 2006;16(2):136-141.
Arredondo-Ruiz V, Macedo-Barragán R, Molina-Cárdenas J, Magaña-Álvarez AJ, Prado-Rebolledo O, García-Márquez LJ, Herrera-Corredor A, Lee-Rangel H. Morphological characterization of Pelibuey sheep in Colima, México. Trop Anim Health Prod 2013;45(4):895-900.
Taberlet P, Valentini A, Rezaei HR, Naderi S, Pompanon F, Negrini R, Ajmone-Marsan P. Are cattle, sheep and goats endangered species? Mol Ecol 2008;17(1):275-284.
Organización de las Naciones Unidas para la Alimentación y la Agricultura (FAO). The second Report on the State of the World’s Animal Genetic Resources for Food and Agriculture. Scherf BD, Pilling D (eds). FAO Commission on Genetic Resources for Food and Agriculture Assessments. Rome 2015.
Organización de las Naciones Unidas para la Alimentación y la Agricultura (FAO). Molecular genetic characterization of animal genetic resources. FAO Animal Production and Health Guidelines. No. 9. Roma 2011.
Bailes SM, Devers JJ, Kirby JD, Rhoads DD. An inexpensive, simple protocol for DNA isolation from blood for high-throughput genotyping by polymerase chain reaction or restriction endonuclease digestion. Poult Sci 2007;86(1):102-106.
Roldán RA. Identificación de ovejas Pelibuey con actividad reproductiva continua mediante polimorfismos de ADN [tesis maestría]. México, D. F.: Universidad Nacional Autónoma de México; 2015.
International Society for Animal Genetics (ISAG). Panel of markers for parentage verification tested 2001/02 ISAG comparison test. 2002.
Yeh FC, Yang RC, Boyle T. POPGENE version 1.31. Microsoft Windows based freeware for population genetic analysis, University of Alberta and the Centre for International Forestry Research, Edmonton, 1999.
Goudet J. FSTAT, a program to estimate and test gene diversities and fixation indices F-statistics. Version 2.9.3. 2001. Disponible en: http://wwww.unil.ch/izea/softwares/fstat.html.
Kalinowsky ST, Taper ML, Marshall TC. Revising how the computer program CERVUS accommodates error increases success in paternity assignment. Mol Ecol 2007;16(5):1099-1106.
Raymond M, Rousset F. GENEPOP (version 1.2) population genetics software for exact test and ecumenicism. J Hered 1995;86(3):248-249.
Rousset F. Genepop’007: a complete reimplementation of the GENEPOP software for Windows and Linux. Mol Ecol Resour 2008;8(1):103-106.
Peakall R, Smouse PE. GENALEX 6: a genetic analysis in Excel. Population genetic software for teaching and research. Mol Ecol Notes 2006;6:288-295.
Peakall R, Smouse PE. GenAlEx 6.5: genetics analysis in Excel. Population software for teaching and research-an update. Bioinformatics 2012;28(19):2537-2539.
Belkhir K, Borsa P, Chikhi L, Raufaste N, Bonhomme F. GENETIX 4.05, logiciel sous WindowsTM pour la génetique des populations. Laboratoire Génome. Populations, Interactions, CNRS UMR 5000, Université de Montpellier II, Montpellier (France) 1996-2004.
Mantel N. The detection of disease clustering and a generalized regression approach. Cancer Res 1967;27(2):209-220.
Nei M. Estimation of average heterozygosity and genetic distance from a small number of individuals. Genetics 1978;89(3):583-590.
Goudet J. PCAGEN. Principal component analysis of gene frequency data (version 1.2). Lausanne, Switzerland: Population Genetics Laboratory, University of Lausanne. 1999.
Pritchard JK, Stephens M, Donnelly P. Inference of populations structure using multilocus genotype data. Genetics 2000;155(2):945-959.
Earl DA, VonHoldt BM. STRUCTURE HARVESTER: a website and program for visualizing STRUCTURE output and implementing the Evanno method. Conserv Genet Resour 2012;4(2):359-361.
Kopelman NM, Mayzel J, Jakobsson M, Rosenberg NA, Mayrose I. CLUMPAK: a program for identifying clustering modes and packaging populations structure inferences across K. Mol Ecol Resour 2015;15(5):1179-1191.
Ocampo R, Cardona H, Martínez R. Genetic diversity of Colombian sheep by microsatellite markers. Chil J Agric Res 2016;76(1):40-47.
Álvarez I, Capote J, Traouré A, Fonseca N, Pérez K, Cuervo M, Fernández I, Goyache F. Genetic relationships of the Cuban hair sheep inferred from microsatellite polymorphism. Small Ruminant Res 2012;104(1-3):89-93.
Sun W, Chang, H, Tsunoda K, Musa H, Ma Y, Guan W. Analysis of geographic and pairwise genetic distances among sheep populations. Biochem Genet 2010;48(5-6):376-384.
Qu D, Yang Z, Guo X, Mao Y, Sun W, Gen R et al. Study of polymorphisms of microsatellite DNA of six Chinese indigenous sheep and goat breeds. Front Agr China 2007;1(4):472-477.
Neubauer V, Volg C, Seregi J, Sáfar L, Brem G. Genetic diversity and population structure of Zackel sheep and other Hungarian sheep breeds. Arch Anim Breed 2015;58:343-350.
Taghi VEM, Mhammadabadi M, Esmailizadeth A. Using microsatellite markers to analyze genetic diversity in 14 sheep types in Iran. Arch Anim Breed 2017;60:183-189.
Agaviezor BO, Peters SO, Adefenwa MA, Yakubu A, Adebambo OA, Ozoje MO et al. Morphological and microsatellite DNA diversity of Nigerian indigenous sheep. J Anim Sci Biotechnol 2012;3(1):38.
Usha AP, Simpson SP, Williams JL. Probability of random sire exclusion using microsatellite markers for parentage verification. Anim Genetic 1995(26):155-161.
Morin PA, Leduc RG, Archer FI, Martien KK, Huebinger R, Bickham JW, Taylor BL. Significant deviations from Hardy-Weimberg equilibrium caused by low levels of microsatellite genotyping errors. Mol Ecol Res 2009;9(2):498-504.
Bhatia S, Arora R. Genetic diversity in Kheri-A pastarolist developed Indian sheep using microsatellite markers. Indian J Biotechnol 2008;7(1):108-112.
Dalvit C, De Marchi M, Zanetti E, Cassandro M. Genetic variation and population structure of Italian native sheep breeds undergoing in situ conservation. J Anim Sci 2009;87(12):3837-3844.
Konzen ER, Martins MP. Contrasting levels of genetic diversity among populations of the endangered tropical palm Euterpe edulis. CERNE 2017;23(1):31-42.
Schlötterer C. Evolutionary dinamics of microsatellite DNA. Chromosoma 2000;109(6):365-371.
Slatkin M. Gene flow in natural populations. Annu Rev Ecol Syst 1985;16(1):393-430.
Piñero D, Barahona A, Eguiarte L, Rocha OA, Salas LR. La variabilidad genética de las especies: aspectos conceptuales y sus aplicaciones y perspectivas en México. In: Sarukhán KJ et al. (editores). Capital natural de México, vol. I: Conocimiento actual de la biodiversidad. CONABIO, México, D. F. CONABIO 2009:603-649.
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